способ моделирования инфицированной раны мягких тканей

Формула изобретения

Способ моделирования инфицированной раны мягких тканей, включающий инфицирование культурой St.aureus, отличающийся тем, что в качестве модельных животных используют половозрелых кроликов массой 3-4 кг, у которых под общим обезболиванием формируют рану мягких тканей размером 3,9-4,1 см путем наложения на спину пластины с внутренним диаметром кольца 2,0 см, вытягивания шкуры в виде конуса высотой 0,9-1,1 см и его иссечения, формирования очага некроза посредством наложения на 3-5 с марлевого тампона, смоченного в 70%ном растворе уксусной кислоты, удаления через 3-5 сут некротического струпа, а затем орошения раны культурой St.aureus в концентрации 5×10⁵ КОЕ.

Описание изобретения к патенту

Изобретение относится к медицине, а именно к экспериментальной хирургии и патофизиологии, и может быть использовано для моделирования инфицированной раны мягких тканей у мелких лабораторных животных.

Раны мягких тканей различной этиологии (рваные, ушибленные, ожоговые) опасны развитием гнойных осложнений, так как любая случайная, полученная в асептических условиях, рана является бактериально загрязненной или первично инфицированной. Факторами перехода бактериально загрязненной раны в инфицированную являются наличие входных ворот инфекции, большое количество нежизнеспособных или поврежденных тканей, являющихся питательной средой для микроорганизмов, наличие достаточного для развития воспалительного процесса количества микроорганизмов. Основным микроорганизмом, вызывающим инфекцию ран мягких тканей является St.aureus (М.И.Кузин, Костюченок Б.М. Раны и раневая инфекция. - М., 1990. - 150 с.).

Известен способ моделирования инфицированной раны печени (RU №2261482 С1 от 27.09.2005), включающий интрапаренхиматозное введение суточной культуры E.coli 0.5 ml в концентрации 10⁹ , после чего проводят декапсуляцию и тампонирование инфицированной доли печени.

К недостаткам данного способа следует отнести то, что известный способ не предусматривает получение раны мягких тканей и вводимая культура микроорганизмов (E.coli) не является патогномоничной для инфицированных ран мягких тканей.

Наиболее близким по технической сущности к предлагаемому является способ моделирования абсцессов мягких тканей так называемый скипидарный абсцесс. У животного на участке спины выстригают шерсть, обрабатывают кожу раствором йода и вводят в подкожную клетчатку 1-1,5 мл скипидара. Абсцесс формируется на месте инъекции через несколько часов. Для получения инфицированного абсцесса дополнительно вводят внутрь абсцесса 2-4×10⁵ КОЕ культуры St. aureus (Шалимов С.А., Радзиховский А.П., Кейсевич Л.В. Руководство по экспериментальной хирургии. - М.: Медицина, 1989. - 272 с.).

К недостаткам данного способа следует отнести невозможность получения инфицированной раны мягких тканей, так как известный способ предназначен для получения модели абсцесса мягких тканей, который характеризуется формированием полости и скоплением гноя, тогда как инфицированная рана характеризуется нарушением целостности кожных покровов, наличием некротических тканей и гнойного содержимого.

Следовательно, модель абсцесса мягких тканей не соответствует критериям инфицированной раны мягких тканей и не может быть использована для изучения возможностей профилактики и лечения такого рода поражений.

Авторам заявляемого способа не известно ни одно техническое решение, осуществление которого позволило бы получить модель инфицированной раны мягких тканей.

Задачей заявляемого изобретения является создание модели инфицированной раны мягких тканей без развития абсцесса для ее профилактики и лечения.

Техническим результатом предлагаемого способа является обеспечение возможности получения инфицированной раны мягких тканей без развития абсцесса.

Технический результат достигается тем, что способ моделирования инфицированной раны мягких тканей проводят путем формирования раны мягких тканей с последующим формированием очага некроза и поверхностного орошения раны суточной культурой St. aureus 5×10⁵ тыс. КОЕ.

Отличительные приемы заявляемого способа заключаются в следующем:

- для формирования раны мягких тканей кожу на спине животного иссекают с получением дефекта размером 4,0±0,1 см (накладывается алюминиевая пластина с внутренним диаметром кольца 2,0 см. Через отверстие шкуру вытягивают в виде конуса высотой 0,9-1,1 см и иссекают. Полученный дефект имеет округлую форму диаметром 3.9-4.1 см);

- для формирования очага некроза на обнажившиеся мягкие ткани на 3-5 сек накладывают марлевый тампон, смоченный в 70% растворе уксусной кислоты;

- через 3-5 суток некротический струп удаляют и проводят поверхностное орошение раны культурой St. aureus 5×10⁵ тыс. КОЕ.

Сравнение заявляемого технического решения с прототипом выявило единственный сходный признак - инфицирование культурой микроорганизмов.

Сопоставительный анализ заявляемого технического решения с прототипом позволяет сделать вывод о соответствии заявляемого технического решения критерию изобретения «новизна».

Исследованиями авторов предложенного технического решения установлено, что формирование дефекта кожи 4,0±0,1 см с последующим формированием очага некроза 70% раствором уксусной кислоты 3-5 сек, и последующим инфицированнием раны культурой патогенного St. aureus 5×10 ⁵ тыс. КОЕ дает возможность получить модель инфицированной раны мягких тканей без возникновения абсцесса мягких тканей.

Заявляемый способ осуществляется следующим образом.

Для эксперимента используются половозрелые кролики 1-1.5 лет, массой тела 3-4 кг. Под общим обезболиванием на спину животного накладывают алюминиевую пластину с внутренним диаметром кольца 2,0 см. Через отверстие шкуру вытягивают в виде конуса высотой 0,9-1,1 см и иссекают. Полученный дефект имеет округлую форму диаметром 3.9-4.1 см. Затем формируют очаг некроза мягких тканей путем прикладывания марлевого тампона, смоченного в 70% растворе уксусной кислоты на 3-5 сек (фиг.1). Через 3-5 суток некротический струп удаляют и проводят поверхностное орошение раны культурой St. aureus 5×10⁵ тыс. КОЕ.

Анализ клинических, бактериологических и морфологических исследований показал высокую эффективность способа получения инфицированной раны мягких тканей у мелких лабораторных животных, в частности кроликов, без развития абсцесса мягких тканей. Так, при клиническом исследовании раны установлено, что рана имеет размеры 4,0±0,1 см, вокруг нее очаг гиперемии до 0,3-0,4 см. Гнойных затеков и карманов с поражением клетчаточных пространств нет. При бактериологическом исследовании раны количество микроорганизмов составило 5×10 ⁵. При морфологическом исследовании отмечено, что глубина раны составляет 0,8-1,2 см, поражены подкожная клетчатка, мышцы, где отмечается некроз клеток, интенсивная реакция сегментоядерных лейкоцитов и их распад с продуктивным компонентом воспаления.

Для экспериментальной проверки предложенного способа было осуществлено 4 серии экспериментов. Эксперименты проведены на 40 половозрелых кроликах массой 3000-4000 г возраст 1-1.5 лет под общим обезболиванием (эфирный наркоз).

В 1 серии экспериментов опытным путем подбирали оптимальный размер раны мягких тканей. Длина спины у кроликов 1-1.5 лет и массой тела 3-4 кг составляет 25-36 см. Раневой дефект 4.0 см по своим размерам сопоставим относительно раневых дефектов у человека. При наложении пластины с внутренним диаметром кольца 2.0 см вытягивание шкуры в виде конуса на высоту 1 см является оптимальной для получения небольшого по размерам раневого дефекта с одной стороны, с другой стороны, является оптимальной для удобных манипуляций на спине животного и не затрудняет действий экспериментатора.

Во 2 серии устанавливали возможность воспроизведения раневого дефекта с формированием очага некроза мягких тканей. Для этого моделировали некроз мягких тканей применением раствора ледяной уксусной кислоты. Экспозиция 2-3 сек. Выбор травмирующего агента объясняется тем, что кислоты и щелочи являются успешной моделью некротических поражений, вызывают глубокие повреждения мягких тканей с формированием некротического струпа.

Наблюдение за животными проводили в течение 3 суток в динамике. Во 2 серии экспериментов летальность в 1-2 сутки наблюдения составила 85%. Результаты наблюдений показали, что в первые сутки появлялись явления интоксикации: животные отказывались от приема пищи, становились вялыми, адинамичными. При морфологическом исследовании печени, легких, почек отмечены признаки некротических поражений с формированием лейкогистиоцитарной инфильтрации паренхиматозных органов.

В 3 серии эксперимента очаг некроза формировали 70% раствором уксусной кислоты, с экспозицией 2-3 сек, 3-5 сек, 5-7 сек. Животные 3 серии были выведены из эксперимента на 3 сутки. Летальности в течение первых трех суток не зафиксировано. При морфологическом исследовании паренхиматозных органов найдены единичные очаги лимфогистиоцитарной инфильтрации в печени. При морфологическом исследовании раны установлено, что после 2-3 сек экспозиции глубина раны составляет 0,2-0,5 см, наблюдается некроз подкожной клетчатки, более глубоко расположенные ткани (мышцы) в процесс не вовлечены. При экспозиции 3-5 сек глубина раны составляет 0,8-1,2 см наблюдается некроз подкожной клетчатки и частично мышечного слоя, с формированием лимфогистиоцитарных очагов инфильтрации. При экспозиции 5-7 сек рана имеет кратерообразную форму, глубина 2,0-2,5 см с тотальным некрозом мышечного слоя.

Таким образом, оптимальным для создания очага некроза является применение 70% раствора уксусной кислоты с экспозицией 3-5 сек.

В 4 серии эксперимента на 3-5 сутки удаляли некротический струп и проводили орошение раны мягких тканей суточной культурой St.aureus 3×10⁵ тыс. КОЕ, 5×10 ⁵ тыс. КОЕ и 6×10⁵ тыс. КОЕ. После орошения раны суточной культурой St.aureus 3х10 ⁵ тыс. КОЕ на 1-2 сутки процент инфицирования раны мягких тканей составил 40%. Инфицированные раны характеризовались наличием очага некроза с гнойным отделяемым, очагом гиперемии по периферии раны. При бактериологическом исследовании количество микроорганизмов в ране составило 10³-10 ⁴. При орошении суточной культурой St. aureus 5×10 ⁵ тыс. КОЕ на 1-2 сутки процент инфицирования составил 100%. Раны характеризовалась наличием очага некроза с гнойным отделяемым, очагом гиперемии по периферии раны, распространения гноя с формированием гнойных затеков и карманов не наблюдалось. При бактериологическом исследовании количество микроорганизмов - 5×10⁴-10⁵ КОЕ. При морфологическом исследовании раны отмечали некроз подкожной клетчатки и мышц с развитием лимфогистиоцитарной инфильтрации. При орошении раны суточной культурой St. aureus 6×10 ⁵ тыс. КОЕ наблюдали на 1-2 сутки распространение гноя с формированием гнойных затеков и карманов.

Таким образом, из 4 серий вариантов экспериментального воспроизведения модели инфицированной раны мягких тканей наиболее приближенным к клинике является способ, когда под эфирным наркозом на спину животного накладывается алюминиевая пластина с внутренним диаметром кольца 2,0 см. Через отверстие шкуру вытягивают в виде конуса высотой 0,9-1,1 см и иссекается. Затем формируют очаг некроза мягких тканей путем прикладывания марлевого тампона, смоченного в 70% растворе уксусной кислоты на 3-5 сек. Через 3-5 суток некротический струп удаляют и проводят поверхностное орошение раны культурой St. aureus 5×10⁵ тыс. КОЕ.

Предложенный способ моделирования инфицированной раны мягких тканей поясняется примером конкретного исполнения.

Эксперимент проведен на 18 половозрелых кроликах массой тела 3-4 кг, возраст 1-1.5 года. Всем животным моделирована инфицированная рана мягких тканей по предлагаемому способу.

Животных выводили из эксперимента на 3, 5, 7 сутки после инфицирования. После эвтаназии в асептических условиях для микробиологических исследований осуществляли забор 1 г отделяемого из раны. Для морфологического изучения забирали образцы раны, ткани легкого, печени и почки.

Анализ результатов показал, что гибели животных от инфекционно-токсического шока на 3, 5, 7 сутки не было. На 3 сутки после заражения микробное обсеменение инфицированной раны печени составило 5×10 ⁵ КОЕ. При морфологическом исследовании наблюдали некроз подкожной клетчатки и мышц с развитием лимфогистиоцитарной инфильтрации. Некротических повреждений паренхиматозных органов не выявлено.

На 5 сутки при бактериологическом исследовании количество микроорганизмов в ране составило 3-4×10⁵ КОЕ, при морфологическом исследовании раны наблюдали некроз подкожной клетчатки и мышц с реакцией клеток лимфогистиоцитарного ряда и их распад с продуктивным компонентом воспаления в виде образования демаркационного вала на границе с неповрежденными тканями (фиг.2).

На 7 сутки эксперимента микробная контаминация раны составила 3-4×10⁵ КОЕ, при морфологическом исследовании продолжение распада сегментоядерных нейтрофилов с продуктивным компонентом воспаления и некрозом ткани. Начало формирования грануляционной ткани.

Таким образом, предложенный способ позволяет получить модель инфицированной раны мягких тканей, по своим характеристикам приближенную к реальному заболеванию человека, способ прост в исполнении и его воспроизводимость составляет 100%. Полученная модель может быть использована для различных научных исследований в хроническом эксперименте, например, для изучения возможности профилактики и лечения инфицированных ран мягких тканей.